EPIGENÉTICA E TÉCNICAS DE REPRODUÇÃO ASSISTIDA (TRA)

1. Introdução

Em todo mundo, estima-se que mais de 9 milhões de crianças tenham nascido por meio de técnicas de reprodução assistida (TRA), como a fertilização in vitro (FIV) convencional e injeção intracitoplasmática de espermatozoide (ICSI) (Menezzo et al., 2022; Sciorio & El Hajj, 2022; Rhon-Calderon et al., 2024). Essas técnicas são acompanhadas por quatro principais procedimentos a Estimulação Ovariana Controlada (EOC), a FIV, o cultivo embrionário, e a transferência embrionária (Håberg et al., 2022).

Embora a maioria das crianças nascidas por meio de TRA seja saudável, múltiplas metanálises e estudos de coorte retrospectivos identificaram um risco maior de condições perinatais adversas, como pré-eclâmpsia, parto prematuro, placenta prévia, descolamento prematuro da placenta, restrição de crescimento intrauterino e baixo peso ao nascer (Tobi et al., 2021; Barberet et al., 2021). Além disso, têm-se observado um aumento na ocorrência de doenças raras nessas crianças, relacionadas ao imprinting genômico, como a síndrome de Beckwith-Widemann, síndrome de Silver Russell, a síndrome de Angelman e a síndrome de Prader-Willi. De acordo com os estudos, também pode haver um maior risco, em longo prazo, de distúrbios metabólicos, como diabetes; doenças cardiovasculares; paralisia cerebral; e distúrbios do espectro autista, nas crianças nascidas após TRA (Barberet et al., 2022).

Inicialmente, essas complicações foram atribuídas ao aumento de risco de gestação múltipla após TRA. Estas descobertas levaram a mudanças nas diretrizes e à adoção de estratégias para reduzir gestações múltiplas, incluindo transferência de blastocistos e transferência eletiva de embriões únicos. No entanto, estudos adicionais demonstraram que o aumento nos resultados adversos persistiu mesmo em gestações únicas (Mani et al., 2020).

Alguns trabalhos têm postulado que a condição de infertilidade ou subfertilidade dos pais possa contribuir para o aumento da incidência de certas doenças. No entanto, a teoria das Origens do Desenvolvimento da Saúde e da Doença (DOHaD) de Barker (2007), segundo a qual alterações no microambiente da concepção podem causar danos a longo prazo, particularmente doenças cardiovasculares e metabólicas, levantou a hipótese de que os próprios procedimentos de TRA possam induzir efeitos epigenéticos adversos que se refletem na saúde das crianças (Barberet et al., 2020; Cannarella et al., 2022).

Os procedimentos de TRA incluem o uso de medicamentos hormonais para EOC, a exposições de gametas e embriões ao ambiente in vitro, com mudanças de temperatura, pH e tensão de oxigênio; e as manipulações de congelamento e descongelamento. Alguns estudos relatam que esses procedimentos têm efeitos na expressão epigenética, enquanto as consequências em longo prazo ainda não são conhecidas (Graham et al., 2022).

 

2. Epigenética: conceitos

A relação entre TRA e epigenética é bastante estreita, uma vez que os procedimentos tradicionais de TRA, incluindo a estimulação ovariana, a fertilização, o desenvolvimento embrionário pré-implantacional e a transferência embrionária ocorrem no período de tempo durante o qual há uma drástica reprogramação epigenética global no genoma dos oócitos e do embrião (Pinborg et al., 2016; Häberg et al., 2022).

Mas o que é epigenética?

Epigenética é o estudo das modificações na expressão gênica sem alteração na sequência de bases do DNA. Essas modificações também possibilitam uma interface entre os genes e o ambiente, também sem alterar a sequência de DNA. Os mecanismos epigenéticos são extremamente importantes, pois regulam a atividade gênica, a função celular e o desenvolvimento do organismo, sendo os mais comuns, a metilação do DNA, as modificações de histonas, e a regulação por RNA não codificante (Graham et al., 2022).

A metilação é o mecanismo epigenético mais amplamente estudado no genoma humano e está envolvido em muitos processos fisiológicos importantes, como imprinting genômico, silenciamento de elementos transponíveis, inativação do cromossomo X e envelhecimento (Breton-Larrivée et al., 2019; Barberet et al., 2020).

Na metilação, um grupo metil (–CH3) é adicionado aos locais chamados “ilhas CpG” no genoma humano pelas enzimas DNA metiltransferases (DNMTs). A metilação do DNA altera a acessibilidade da cromatina aos fatores de transcrição gênica, o que dificulta o mecanismo de expressão dos genes, dessa forma, genes metilados estão silenciados, ou seja, não estão sendo expressos (Barberet et al., 2020).

Já o imprinting genômico é um fenômeno epigenético específico no qual alguns alelos herdados de ambos os pais expressam apenas uma cópia (materna ou paterna) dos genes e silenciam a outra cópia, o leva a um padrão de expressão mono-alélico, ou seja, apenas um alelo é expresso (Dvoran et al., 2022). Assim, se um determinado gene imprintado exibe inibição de um locus alélico materno, mas é expresso no locus alélico paterno, ele é chamado de gene com imprinting materno, e vice-versa.

O genoma humano sofre duas ondas generalizadas de reprogramação do perfil de metilação: uma durante o desenvolvimento das células germinativas e outra durante o desenvolvimento inicial do embrião.  Essas ondas de metilação coincidem com os momentos em que o oócito e o embrião são manipulados durante a TRA (Dvoran et al., 2022; Sciorio & El Hajj, 2022).

Vamos analisar alguns momentos:

 

1. Estimulação Ovariana Controlada (EOC), coleta e manipulação oocitária

Diversos estudos sugerem que a EOC e a manipulação dos oócitos podem afetar os padrões de metilação durante a maturação oocitária (Graham et al., 2022).

A EOC utiliza hormônios exógenos, sendo o aspecto mais investigado em relação à TRA com alterações epigenéticas. As gonadotrofinas exógenas, usadas para estimular o desenvolvimento de múltiplos folículos, podem levar ao crescimento de oócitos que normalmente seriam descartados, resultando em imprinting genético incompleto (Osman et al, 2018).

Estudos com embriões de camundongos indicam que, apesar da superovulação poder alterar o imprinting, há mecanismos compensatórios que restauram a expressão gênica adequada (Breton-Larrivée et al., 2019). Em bovinos, no entanto, foram encontradas diferenças nos perfis de metilação de genes imprintados após EOC (Lopes et al., 2022). Em humanos, a EOC isoladamente não foi associada a alterações significativas de metilação, sendo as técnicas mais invasivas de FIV/ICSI consideradas as principais responsáveis pelas diferenças encontradas em alguns estudos (Cannarella et al., 2022).

Os estudos também mostraram que a superovulação com diferentes dosagens de gonadotrofinas preserva o padrão global de metilação, embora cause alterações em loci específicos, e recrutem oócitos que não seriam ovulados ou não completaram a maturação epigenética (Huo et al., 2020).

Contudo, estudos comparativos entre a transferência de embrião (TE) fresco e a TE congelado parecem confirmar um papel proeminente da EOC, uma vez que, na TE fresco, os níveis mais elevados de estrogênio causariam uma desregulação do microambiente endometrial, que segundo a teoria DOHaD de de Barker (2007), seria responsável pelos danos a longo prazo no embrião (Barberet et al., 2021).

A maturação in vitro (MIV) dos oócitos está associada a maiores incidências de defeitos de imprinting comparada à maturação in vivo. No entanto, a origem dessas alterações ainda não é clara, podendo ser decorrentes da imaturidade intrínseca do oócito ou da manipulação durante o tratamento (Borghol et al., 2006; Osman et al., 2018).

Como podemos observar, os resultados sobre a EOC são heterogêneos e a dificuldade em conduzir esses estudos reside na complexidade de isolar os impactos das gonadotrofinas de outras variáveis como idade dos pais, infertilidade e manipulação laboratorial.

 

2. Injeção intracitoplasmática de espermatozoides (ICSI)

A ICSI melhorou as taxas de fertilização em casos de infertilidade masculina e baixo rendimento de oócitos. Essa técnica tem se tornado comum, inclusive para homens com parâmetros seminais normais. Ao contrário da fertilização natural, a ICSI omite processos fisiológicos importantes e é mais invasiva, pois envolve a introdução de material estranho no oócito (Sciorio & Esteves, 2022).

Padrões alterados de metilação em genes imprintados têm sido associados à espermatogênese anormal e à infertilidade por fator masculino, e podem ser transmitidos ao embrião após a ICSI (Sciorio & Esteves, 2022). Estudos mostraram uma associação entre hipometilação do gene H19 e infertilidade masculina, sugerindo que erros de imprinting podem ser transmitidos para a prole (Kobayashi et al., 2007; Marques et al., 2010).

Outros estudos não encontraram diferenças significativas nos padrões de imprinting entre crianças concebidas por FIV, ICSI ou naturalmente, mas observaram níveis mais baixos de metilação em crianças concebidas por ICSI (Sciorio & Hajj, 2022). Contudo, há evidências de que crianças concebidas por ICSI podem ter maior risco de baixo peso ao nascer, de distúrbios epigenéticos e de malformações. Devido a esses riscos, a Sociedade Americana de Medicina Reprodutiva (ASRM) desaconselha o uso excessivo de ICSI sem infertilidade masculina (Sciorio & Esteves, 2022).

Em um estudo com adolescentes e jovens concebido por TRA demonstrou que não há diferenças significativas nos perfis de metilação de indivíduos nascidos por TRA quando comparados aos controles. No entanto, os autores identificaram algumas diferenças nos perfis de metilação do DNA quando filhos concebidos por FIV foram comparados com aqueles concebidos por ICSI de idade semelhante (Penova-Veselinovic et al., 2021)

Porém, ainda é preciso esclarecer até que ponto esses achados estão associados à técnica ICSI ou à causa da infertilidade. Dessa forma, são necessários mais estudos longitudinais para avaliar os efeitos, em longo prazo, da ICSI, a fim de determinar se o procedimento pode aumentar o risco de doenças genéticas e distúrbios de imprinting (Jiang et al., 2017). Além disso, como a incidência de anormalidades de imprinting na prole é baixa, pode-se propor que o embrião seja capaz de auto corrigir erros epigenéticos em seu processo de redefinição do perfil de metilação (Osman et al., 2018).

 

3. Cultivo in vitro

Estudos têm demonstrado que o meio de cultivo pode afetar o imprinting genético em embriões de diferentes mamíferos. Schwarzer et al. (2012) identificaram que meios de cultivo causam alterações nas vias celulares de oócitos de camundongos. Gad et al. (2012) observaram efeitos similares no perfil transcricional de embriões bovinos. Um excelente exemplo dos efeitos do cultivo in vitro no desenvolvimento embrionário de bovinos foi observado por Chen et al. (2015), os quais propuseram que a cultivo in vitro e a TRA induzem ao imprinting incorreto em vários genes, resultando em recém-nascidos grandes para a idade gestacional (GIG).

Em humanos, Kleijkers et al. (2015) compararam blastocistos cultivados em dois meios diferentes, G5 e fluido tubário humano (HTF), e encontraram diferenças na expressão de 951 genes. Mantikou et al. (2016) também relataram expressão diferencial de vários genes entre embriões humanos cultivados com os mesmos dois meios; no entanto, as diferenças de expressão foram maiores devido à idade materna e ao estágio de desenvolvimento. Por sua vez, Mulder et al. (2020) não encontraram diferenças significativas no perfil de metilação de genes imprintados em placentas de embriões cultivados em meio HTF versus meio G5.

 

4. Hatching assistido por laser

            O uso do laser para a abertura da zona pelúcida em blastocistos pré-implantação é uma prática padrão em FIV/ICSI, resultando em maiores taxas de gravidez clínica. O laser de diodo depende do calor para a abertura da zona pelúcida e o efeito dessa energia térmica na expressão gênica é desconhecido (Osman et al., 2018).

Em embriões de camundongos, não se observou diferenças nos padrões de metilação entre os grupos com e sem hatching (Honguntikar et al., 2017). Em humanos são necessários estudos para avaliar melhor o impacto do hatching no perfil de expressão gênica do embrião (Osman et al., 2018).

 

5. Vitrificação

Estudos indicam que o congelamento lento ou rápido do sêmen humano não afeta os padrões de metilação de genes imprintados. Contudo, os efeitos da vitrificação de oócitos e de embriões ainda são pouco conhecidos.

A vitrificação, amplamente usada em TRA, minimiza danos à ultraestrutura e ao DNA, melhorando os resultados clínicos. No entanto, o estresse químico, mecânico e térmico, induzido pelo processo, pode afetar os perfis epigenéticos e de expressão gênica, reduzindo a quantidade de RNAs maternos e possivelmente comprometendo o desenvolvimento embrionário (Barberet et al., 2020; Sciorio et al., 2023a). Além disso, os crioprotetores, como o Dimetil Sulfóxido (DMSO) podem modificar a metilação global e específica em células-tronco embrionárias, como também, diminuir os níveis da principal enzima envolvida na metilação, denominada DNMT (Sciorio et al., 2023b).

Estudos em animais mostram que a vitrificação pode afetar a metilação e expressão de genes imprintados em oócitos e embriões, mas em humanos, há poucas evidências e mais pesquisas são necessárias (Chen et al., 2022).

Håberg et al. (2022) identificaram diferenças de metilação no DNA do sangue do cordão umbilical entre recém-nascidos concebidos por TRA e naturalmente, com hipometilação generalizada nos concebidos por TRA. Os autores também encontraram 607 ilhas CpGs diferencialmente metilados, principalmente hipermetilados. Nessas ilhas CpGs foram encontrados genes relacionados ao neurodesenvolvimento e crescimento. De fato, os recém-nascidos por TRA tinham menor peso ao nascer. Também houve diferenças, com relação ao perfil de metilação entre TE fresca e concepção natural e entre TE fresca e TE congelada. Embora o congelamento possa afetar a metilação, é possível também que alterações no ambiente intrauterino, devido à estimulação hormonal antes da TE fresca, possam influenciar os resultados do nascimento. As diferenças quanto aos perfis de metilação, encontradas nesse estudo, não foram explicadas pela metilação dos pais e não foram associadas com a subfertilidade subjacente (Håberg et al., 2022).

No entanto, a questão crucial é saber se estas alterações epigenéticas e/ou de expressão gênica têm algum efeito, em longo prazo, nos oócitos vitrificados e na descendência. Até o momento, os estudos de nascidos vivos após a vitrificação de oócitos são escassos e as populações estudadas são pequenas. O maior estudo para comparar resultados em grupos de oócitos vitrificados e frescos, incluindo mais de mil crianças nascidas após vitrificação de oócitos, relatou resultados obstétricos e perinatais tranquilizadores. No entanto, informações sobre o acompanhamento a longo prazo dessas crianças ainda não foram obtidas (Chen et al., 2022).

Carlsen et al. (2022) verificaram que a metilação do DNA do cordão umbilical explica parte das diferenças de peso ao nascer entre recém-nascidos concebidos por transferência de embriões frescos e congelados, sugerindo que a metilação é um mecanismo importante para essas diferenças. Pinborg et al. (2016) também observaram que filhos únicos concebidos por transferência de embriões congelados têm maior risco de serem grandes para a idade gestacional ou pesarem mais de 4.500g ao nascer.

Por sua vez, Da Luz et al. (2022) concluíram em sua metanálise que a vitrificação parece ser um método seguro para criopreservação de oócitos e para a saúde infantil. De acordo com os autores, os trabalhos analisados ​​forneceram evidências tranquilizadoras de que bebês concebidos após vitrificação de oócitos não apresentam risco aumentado de resultados neonatais adversos.

Contudo, os efeitos citotóxicos e a crio-lesão causada pela criopreservação continuam a ser uma preocupação, além disso, existe uma maior tendência para a criopreservação de embriões na fase de blastocisto, mas ainda não é totalmente conhecido qual é a fase do desenvolvimento embrionário mais conveniente para criopreservação de embriões considerando as consequências para a saúde (Palomares et al., 2022). Dessa forma, estudos de acompanhamento, em grande escala, devem ser realizados para avaliar os resultados em crianças e adultos, a fim de fornecer dados mais confiáveis ​​sobre o efeito da vitrificação na saúde da prole em longo prazo (Da Luz et al., 2022).

 

6. Biópsia embrionária

Em relação à biópsia embrionária do trofoecderma (TEBx), não há estudo anteriores em humanos que avaliaram os impactos epigenéticos e morfológicos na prole.

Contudo, Rhon-Calderon et al. (2024), utilizaram um modelo de camundongo para identificar os efeitos do TEBx durante a FIV. Os autores verificaram que TEBx/vitrificação exacerba os fenótipos morfológicos e moleculares placentários e fetais anormais, assim como, resultados metabólicos adversos. Os autores também enfatizam a necessidade de utilizar modelos animais adequados para avaliar os riscos potenciais associados à TRA em humanos.

 

7. Aneuploidias e epigenética

Os mecanismos epigenéticos, como modificações das proteínas histonas, apresentam um papel importante e complexo na determinação da estrutura da cromatina, ou seja, no nível de empacotamento da cromatina, o qual é crítico para a segregação cromossômica durante a meiose. Distúrbios epigenéticos têm o potencial de contribuir para erros de segregação cromossômica, e com isso contribuir para a aneuploidia.

Os padrões globais de metilação de 316 blastocistos aneuploides crio-preservados foram comparados com blastocistos euplóides controles. No estudo verificou-se que genes, que codificam enzimas envolvidas na metilação, estavam hipometilados em embriões monossômicos, mas não trissômicos ou euplóides. Dado o diminuto potencial reprodutivo dos embriões monossômicos, tais descobertas destacam uma potencial contribuição epigenética para a aneuploidia (McCallie et al., 2016).

 

 

 

8. Falha de implantação embrionária

Os trabalhos também têm tentado verificar se perfis epigenéticos alterados podem contribuir para a falha na transferência de embriões euplóides.

Muitos mecanismos têm sido implicados na falha recorrente de implantação, tais como, a receptividade endometrial, alteração da imunomodulação e baixa qualidade do esperma, com padrões alterados de metilação do DNA dos espermatozoides. Porém, a relação entre a baixa qualidade do DNA do esperma e o desenvolvimento do embrião após a implantação não é bem compreendida (Osman et al., 2028).

Um estudo demonstrou que embriões concebidos com esperma de homens com oligoastenoteratozoospermia não apresentam taxas de implantação significativamente diferentes em comparação com controles euplóides, mas apresentam taxas mais altas de aborto espontâneo. O perfil de metilação de todo o genoma de biópsias do trofectoderma demonstrou alterações significativas na metilação de mais de 1.000 ilhas CpG associadas a processos metabólicos celulares. Uma relação causal é difícil de determinar, e ainda mais difícil é uma intervenção diagnóstica ou terapêutica que pode ser útil em pacientes com falha recorrente de implantação (Denomme et al., 2018).

 

9. Erros de imprinting

Os procedimentos de TRA e a manipulação de embriões, bem como a predisposição de uma população subfértil podem resultar em erros epigenéticos que levam a distúrbios de imprinting, tais como, as síndromes de Beckwith-Widemann, Silver Russell, Angelman e Prader-Willi. Contudo, é bastante difícil identificar uma técnica específica de TRA ou um momento durante a maturação de oócitos ou do desenvolvimento embrionário in vitro que possa contribuir para distúrbios de imprinting.

A frequência de erros de metilação em embriões murinos e bovinos cultivados in vitro é muito maior do que a relatada em embriões humanos. Além disso, os estudos de erros de metilação em embriões animais são prospectivos, enquanto que a maioria dos estudos realizados com crianças afetadas por distúrbios de imprinting, após a concepção com TRA, são retrospectivos. Além disso, também faltam controles concebidos naturalmente para comparação em estudos prospectivos em humanos.

Em uma metanálise, Canarella et al., (2022) observaram níveis de metilação do gene imprintado CTCF3 significativamente mais baixo em crianças concebidas por TRA comparadas ao grupo controle. No entanto, os estudos apresentaram resultados heterogêneos, que poderiam ser parcialmente explicados pelas diferentes amostras utilizadas, como placenta, sangue do cordão umbilical ou sangue periférico; os diferentes métodos para análise de metilação; e os diferentes tamanhos amostrais.

Barberet et al. (2022) também realizaram uma metanálise, onde compararam o perfil de metilação de DNA de 4.000 crianças nascidas após TRA com mais de 7.000 controles, evidenciando que a concepção por TRA está associada a alterações na metilação do DNA em loci imprintados e outros genes em vários tecidos

Contudo, a frequência real de distúrbios de imprinting em crianças concebidas com TRA permanece desconhecida. Além disso, se apenas alguns distúrbios de imprinting estiverem associados à TRA, isso sugere que alguns loci podem ser mais vulneráveis ​​a eventos externos do que outros (Sciorio et al., 2023b).

 

10. Perspectivas futuras

A qualidade do embrião é um fator determinante para os resultados clínicos na TRA. Um ensaio clínico recente, que investigou a triagem de metilação do DNA pré-implantacional (PIMS), revelou que o nível de metilação completo do genoma é um novo biomarcador para avaliar a qualidade do embrião em TRA.

Nesse estudo, Zhan et al. (2023) apresentaram o PIMS-AI, que é um modelo inovador baseado em inteligência artificial (IA), para prever a probabilidade de um embrião produzir nascido vivo e, posteriormente, auxiliar na seleção de embriões para TRA. Na seleção simulada de embriões, o PIMS-AI alcançou uma precisão de 81% na identificação de embriões viáveis. O PIMS-AI oferece vantagens significativas em relação aos testes genéticos pré-implantacionais convencionais para aneuploidia (PGT-A), incluindo maior poder de diferenciar o embrião, e o potencial de beneficiar uma população mais ampla de pacientes.

Dessa forma, essa abordagem, que utiliza IA, tem potencial de aplicação clínica e de melhorar significativamente as taxas de sucesso em TRA (Zhan et al., 2023).

 

11. Discussão e Conclusões

Nas últimas décadas a TRA ajudou milhões de casais a terem filhos, contudo, ainda existem preocupações em relação à segurança desses procedimentos.

O ambiente materno proporciona, in vivo, condições fisiológicas únicas para garantir a fertilização do oócito e o desenvolvimento inicial ideal do embrião, sustentando grandes ondas de reprogramação epigenética que é crucial para a saúde embrionária. Durante os procedimentos de TRA, as manipulações e as mudanças ambientais podem interferir na reprogramação epigenética, e potencialmente comprometer a saúde em longo prazo das crianças concebidas após TRA (Menezzo et al., 2022).

Porém, a ligação exata entre a TRA e o risco aumentado de alterações epigenéticas que predispõem ao desenvolvimento de doenças ainda não está clara. A discussão ainda está em andamento, uma vez que, alguns estudos encontraram diferenças no perfil de metilação global e de metilação de genes imprintados em descendentes concebidos por TRA em comparação com os controles. No entanto, outros estudos não confirmaram esta evidência, sugerindo a ausência de qualquer alteração epigenética.

Assim, os resultados dos estudos que tentaram analisar a conexão entre TRA com padrões de metilação do DNA e distúrbios na prole, são bastante heterogêneos e com pouca sobreposição de resultados. Essa heterogeneidade decorre de vários fatores, como a falta de correção dos dados com a infertilidade parental, as diferentes metodologias de análise dos perfis epigenéticos, o tamanho limitado das amostras, os diferentes tratamentos de TRA e as diferenças das características da coorte estudada. Outra limitação importante é o desenho retrospectivo de quase todos os estudos, sendo a análise dos dados principalmente transversal. Não há dados que permitam prever se as alterações de metilação encontradas em recém-nascidos estão associadas ao desenvolvimento de anomalias nestas crianças em longo prazo (Cannarella et al., 2022).

Dessa forma, são necessários mais estudos populacionais prospectivos e bem dimensionados para avaliar o impacto da TRA no epigenoma da prole, sendo imprescindível esclarecer a contribuição dos diferentes protocolos e das técnicas utilizadas durante a TRA para a etiologia das alterações epigenéticas. A padronização de metodologias de análise, como também trabalhos colaborativos são necessários para reduzir a inconsistência dos resultados e aumentar a robustez das conclusões.

As pesquisas futuras devem se concentrar em modificações epigenéticas em crianças concebidas por TRA e a morbidade em longo prazo relacionada a doenças epigenéticas, ajustando isso ao fator reprodutivo dos pais. Para a segurança e vigilância de qualidade das técnicas em reprodução humana assistida, é de extrema importância que os registros de TRA incluam parâmetros específicos do ciclo, ou seja, meio de cultivo, duração do cultivo, técnicas de congelamento e dados demográficos adicionais dos casais, incluindo causa e duração da infertilidade.

Em conclusão, mais estudos são necessários para definir melhor as modificações epigenéticas envolvidas nas vias de desenvolvimento do embrião afetadas por TRA, como também para investigar a sua relevância clínica em longo prazo.

 

Referências Bibliográficas

Barberet J, Binquet C, Guilleman M, Doukani A, Choux C, Bruno C, Bourredjem A, Chapusot C, Bourc’his D, Duffourd Y, Fauque P. Do assisted reproductive technologies and in vitro embryo culture influence the epigenetic control of imprinted genes and transposable elements in children? Hum Reprod. 2021 Jan 25;36(2):479-492. doi: 10.1093/humrep/deaa310. PMID: 33319250.

Barberet J, Binquet C, Guilleman M, Doukani A, Choux C, Bruno C, Bourredjem A, Chapusot C, Bourc’his D, Duffourd Y, Fauque P. Do assisted reproductive technologies and in vitro embryo culture influence the epigenetic control of imprinted genes and transposable elements in children? Hum Reprod. 2021 Jan 25;36(2):479-492. doi: 10.1093/humrep/deaa310. PMID: 33319250.

Barberet J, Ducreux B, Guilleman M, Simon E, Bruno C, Fauque P. DNA methylation profiles after ART during human lifespan: a systematic review and meta-analysis. Hum Reprod Update. 2022 Aug 25;28(5):629-655. doi: 10.1093/humupd/dmac010. PMID: 35259267.

Barker DJ. The origins of the developmental origins theory. J Intern Med. 2007 May;261(5):412-7. doi: 10.1111/j.1365-2796.2007.01809.x. PMID: 17444880.

Borghol N, Lornage J, Blachère T, Sophie Garret A, Lefèvre A. Epigenetic status of the H19 locus in human oocytes following in vitro maturation. Genomics. 2006 Mar;87(3):417-26. doi: 10.1016/j.ygeno.2005.10.008. Epub 2005 Dec 27. PMID: 16378710.

Breton-Larrivée M, Elder E, McGraw S. DNA methylation, environmental exposures and early embryo development. Anim Reprod. 2019 Oct 23;16(3):465-474. doi: 10.21451/1984-3143-AR2019-0062. PMID: 32435290; PMCID: PMC7234019.

Cannarella R, Crafa A, Mongioì LM, Leggio L, Iraci N, La Vignera S, Condorelli RA, Calogero AE. DNA Methylation in Offspring Conceived after Assisted Reproductive Techniques: A Systematic Review and Meta-Analysis. J Clin Med. 2022 Aug 28;11(17):5056. doi: 10.3390/jcm11175056. PMID: 36078985; PMCID: PMC9457481.

Carlsen EØ, Lee Y, Magnus P, Jugessur A, Page CM, Nustad HE, Håberg SE, Lie RT, Magnus MC. An examination of mediation by DNA methylation on birthweight differences induced by assisted reproductive technologies. Clin Epigenetics. 2022 Nov 28;14(1):151. doi: 10.1186/s13148-022-01381-w. PMID: 36443807; PMCID: PMC9703677.

Chen H, Zhang L, Meng L, Liang L, Zhang C. Advantages of vitrification preservation in assisted reproduction and potential influences on imprinted genes. Clin Epigenetics. 2022 Nov 3;14(1):141. doi: 10.1186/s13148-022-01355-y. PMID: 36324168; PMCID: PMC9632035.

Choux C, Petazzi P, Sanchez-Delgado M, Hernandez Mora JR, Monteagudo A, Sagot P, Monk D, Fauque P. The hypomethylation of imprinted genes in IVF/ICSI placenta samples is associated with concomitant changes in histone modifications. Epigenetics. 2020 Dec;15(12):1386-1395. doi: 10.1080/15592294.2020.1783168. Epub 2020 Jun 23. PMID: 32573317; PMCID: PMC7678919.

Da Luz CM, Caetano MA, Berteli TS, Vireque AA, Navarro PA. The Impact of Oocyte Vitrification on Offspring: a Systematic Review. Reprod Sci. 2022 Nov;29(11):3222-3234. doi: 10.1007/s43032-022-00868-4. Epub 2022 Jan 31. PMID: 35099778.

Denomme MM, McCallie BR, Parks JC, Booher K, Schoolcraft WB, Katz-Jaffe MG. Inheritance of epigenetic dysregulation from male factor infertility has a direct impact on reproductive potential. Fertil Steril. 2018 Aug;110(3):419-428.e1. doi: 10.1016/j.fertnstert.2018.04.004. Epub 2018 Jun 28. PMID: 29961538.

Dvoran M, Nemcova L, Kalous J. An Interplay between Epigenetics and Translation in Oocyte Maturation and Embryo Development: Assisted Reproduction Perspective. Biomedicines. 2022 Jul 13;10(7):1689. doi: 10.3390/biomedicines10071689. PMID: 35884994; PMCID: PMC9313063.

Gad A, Schellander K, Hoelker M, Tesfaye D. Transcriptome profile of early mammalian embryos in response to culture environment. Anim Reprod Sci. 2012 Sep;134(1-2):76-83. doi: 10.1016/j.anireprosci.2012.08.014. Epub 2012 Aug 11. PMID: 22917875.

Graham ME, Jelin A, Hoon AH Jr, Wilms Floet AM, Levey E, Graham EM. Assisted reproductive technology: Short- and long-term outcomes. Dev Med Child Neurol. 2023 Jan;65(1):38-49. doi: 10.1111/dmcn.15332. Epub 2022 Jul 18. PMID: 35851656; PMCID: PMC9809323.

Guo F, Yan L, Guo H, Li L, Hu B, Zhao Y, Yong J, Hu Y, Wang X, Wei Y, Wang W, Li R, Yan J, Zhi X, Zhang Y, Jin H, Zhang W, Hou Y, Zhu P, Li J, Zhang L, Liu S, Ren Y, Zhu X, Wen L, Gao YQ, Tang F, Qiao J. The Transcriptome and DNA Methylome Landscapes of Human Primordial Germ Cells. Cell. 2015 Jun 4;161(6):1437-52. doi: 10.1016/j.cell.2015.05.015. PMID: 26046443.

Håberg SE, Page CM, Lee Y, Nustad HE, Magnus MC, Haftorn KL, Carlsen EØ, Denault WRP, Bohlin J, Jugessur A, Magnus P, Gjessing HK, Lyle R. DNA methylation in newborns conceived by assisted reproductive technology. Nat Commun. 2022 Apr 7;13(1):1896. doi: 10.1038/s41467-022-29540-w. PMID: 35393427; PMCID: PMC8989983.

Honguntikar SD, Salian SR, D’Souza F, Uppangala S, Kalthur G, Adiga SK. Epigenetic changes in preimplantation embryos subjected to laser manipulation. Lasers Med Sci. 2017 Dec;32(9):2081-2087. doi: 10.1007/s10103-017-2334-3. Epub 2017 Sep 30. PMID: 28965139.

Huo Y, Yan ZQ, Yuan P, Qin M, Kuo Y, Li R, Yan LY, Feng HL, Qiao J. Single-cell DNA methylation sequencing reveals epigenetic alterations in mouse oocytes superovulated with different dosages of gonadotropins. Clin Epigenetics. 2020 Jun 1;12(1):75. doi: 10.1186/s13148-020-00866-w. PMID: 32487258; PMCID: PMC7268365.

Jiang Z, Wang Y, Lin J, Xu J, Ding G, Huang H. Genetic and epigenetic risks of assisted reproduction. Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol. 2017 Oct;44:90-104. doi: 10.1016/j.bpobgyn.2017.07.004. Epub 2017 Aug 3. PMID: 28844405.

Kleijkers SH, Eijssen LM, Coonen E, Derhaag JG, Mantikou E, Jonker MJ, Mastenbroek S, Repping S, Evers JL, Dumoulin JC, van Montfoort AP. Differences in gene expression profiles between human preimplantation embryos cultured in two different IVF culture media. Hum Reprod. 2015 Oct;30(10):2303-11. doi: 10.1093/humrep/dev179. Epub 2015 Jul 22. PMID: 26202924.

Kobayashi H, Sato A, Otsu E, Hiura H, Tomatsu C, Utsunomiya T, Sasaki H, Yaegashi N, Arima T. Aberrant DNA methylation of imprinted loci in sperm from oligospermic patients. Hum Mol Genet. 2007 Nov 1;16(21):2542-51. doi: 10.1093/hmg/ddm187. Epub 2007 Jul 17. PMID: 17636251. Kobayashi H, Sato A, Otsu E, Hiura H, Tomatsu C, Utsunomiya T, Sasaki H, Yaegashi N, Arima T. Aberrant DNA methylation of imprinted loci in sperm from oligospermic patients. Hum Mol Genet. 2007 Nov 1;16(21):2542-51. doi: 10.1093/hmg/ddm187. Epub 2007 Jul 17. PMID: 17636251.

Lopes JS, Ivanova E, Ruiz S, Andrews S, Kelsey G, Coy P. Effect of Superovulation Treatment on Oocyte’s DNA Methylation. Int J Mol Sci. 2022 Dec 18;23(24):16158. doi: 10.3390/ijms232416158. PMID: 36555801; PMCID: PMC9785075.

Lu C, Zhang Y, Zheng X, Song X, Yang R, Yan J, Feng H, Qiao J. Current perspectives on in vitro maturation and its effects on oocyte genetic and epigenetic profiles. Sci China Life Sci. 2018 Jun;61(6):633-643. doi: 10.1007/s11427-017-9280-4. Epub 2018 Mar 19. PMID: 29569023.

Mani S, Ghosh J, Coutifaris C, Sapienza C, Mainigi M. Epigenetic changes and assisted reproductive technologies. Epigenetics. 2020 Jan-Feb;15(1-2):12-25. doi: 10.1080/15592294.2019.1646572. Epub 2019 Jul 25. PMID: 31328632; PMCID: PMC6961665.

Mantikou E, Jonker MJ, Wong KM, van Montfoort AP, de Jong M, Breit TM, Repping S, Mastenbroek S. Factors affecting the gene expression of in vitro cultured human preimplantation embryos. Hum Reprod. 2016 Feb;31(2):298-311. doi: 10.1093/humrep/dev306. Epub 2015 Dec 17. PMID: 26677958.

Marques CJ, Francisco T, Sousa S, Carvalho F, Barros A, Sousa M. Methylation defects of imprinted genes in human testicular spermatozoa. Fertil Steril. 2010 Jul;94(2):585-94. doi: 10.1016/j.fertnstert.2009.02.051. Epub 2009 Apr 1. PMID: 19338988.

Menezo Y, Elder K, Clement P, Clement A, Patrizio P. Biochemical Hazards during Three Phases of Assisted Reproductive Technology: Repercussions Associated with Epigenesis and Imprinting. Int J Mol Sci. 2022 Aug 10;23(16):8916. doi: 10.3390/ijms23168916. PMID: 36012172; PMCID: PMC9408922.

Mulder CL, Wattimury TM, Jongejan A, de Winter-Korver CM, van Daalen SKM, Struijk RB, Borgman SCM, Wurth Y, Consten D, van Echten-Arends J, Mastenbroek S, Dumoulin JCM, Repping S, van Pelt AMM, van Montfoort APA. Comparison of DNA methylation patterns of parentally imprinted genes in placenta derived from IVF conceptions in two different culture media. Hum Reprod. 2020 Mar 27;35(3):516-528. doi: 10.1093/humrep/deaa004. PMID: 32222762; PMCID: PMC7105329.

Osman E, Franasiak J, Scott R. Oocyte and Embryo Manipulation and Epigenetics. Semin Reprod Med. 2018 May;36(3-04):e1-e9. doi: 10.1055/s-0039-1688801. Epub 2019 May 14. PMID: 31090045.

Penova-Veselinovic B, Melton PE, Huang RC, Yovich JL, Burton P, Wijs LA, Hart RJ. DNA methylation patterns within whole blood of adolescents born from assisted reproductive technology are not different from adolescents born from natural conception. Hum Reprod. 2021 Jun 18;36(7):2035-2049. doi: 10.1093/humrep/deab078. PMID: 33890633.

Pinborg A, Loft A, Romundstad LB, Wennerholm UB, Söderström-Anttila V, Bergh C, Aittomäki K. Epigenetics and assisted reproductive technologies. Acta Obstet Gynecol Scand. 2016 Jan;95(1):10-5. doi: 10.1111/aogs.12799. Epub 2015 Nov 12. PMID: 26458360.

Reyes Palomares A, Rodriguez-Wallberg KA. Update on the Epigenomic Implication of Embryo Cryopreservation Methods Applied in Assisted Reproductive Technologies With Potential Long-Term Health Effects. Front Cell Dev Biol. 2022 Apr 28;10:881550. doi: 10.3389/fcell.2022.881550. PMID: 35573677; PMCID: PMC9096028.

Rhon-Calderon EA, Hemphill CN, Vrooman LA, Rosier CL, Lan Y, Ord T, Coutifaris C, Mainigi M, Schultz RM, Bartolomei MS. Trophectoderm biopsy of blastocysts following IVF and embryo culture increases epigenetic dysregulation in a mouse model. Hum Reprod. 2024 Jan 5;39(1):154-176. doi: 10.1093/humrep/dead238. PMID: 37994669; PMCID: PMC11032714.

Schwarzer C, Esteves TC, Araúzo-Bravo MJ, Le Gac S, Nordhoff V, Schlatt S, Boiani M. ART culture conditions change the probability of mouse embryo gestation through defined cellular and molecular responses. Hum Reprod. 2012 Sep;27(9):2627-40. doi: 10.1093/humrep/des223. Epub 2012 Jun 26. PMID: 22736328.

Sciorio R, El Hajj N. Epigenetic Risks of Medically Assisted Reproduction. J Clin Med. 2022 Apr 12;11(8):2151. doi: 10.3390/jcm11082151. PMID: 35456243; PMCID: PMC9027760.

Sciorio R, Esteves SC. Contemporary Use of ICSI and Epigenetic Risks to Future Generations. J Clin Med. 2022 Apr 11;11(8):2135. doi: 10.3390/jcm11082135. PMID: 35456226; PMCID: PMC9031244.

Sciorio R, Manna C, Fauque P, Rinaudo P. Can Cryopreservation in Assisted Reproductive Technology (ART) Induce Epigenetic Changes to Gametes and Embryos? J Clin Med. 2023a Jul 2;12(13):4444. doi: 10.3390/jcm12134444. PMID: 37445479; PMCID: PMC10342685.

Sciorio R, Tramontano L, Rapalini E, Bellaminutti S, Bulletti FM, D’Amato A, Manna C, Palagiano A, Bulletti C, Esteves SC. Risk of genetic and epigenetic alteration in children conceived following ART: Is it time to return to nature whenever possible? Clin Genet. 2023b Feb;103(2):133-145. doi: 10.1111/cge.14232. Epub 2022 Oct 1. PMID: 36109352.

Tobi EW, Almqvist C, Hedman A, Andolf E, Holte J, Olofsson JI, Wramsby H, Wramsby M, Pershagen G, Heijmans BT, Iliadou AN. DNA methylation differences at birth after conception through ART. Hum Reprod. 2021 Jan 1;36(1):248-259. doi: 10.1093/humrep/deaa253. PMID: 33227132; PMCID: PMC7801794.

Zhan J, Chen C, Zhang N, Zhong S, Wang J, Hu J, Liu J. An artificial intelligence model for embryo selection in preimplantation DNA methylation screening in assisted reproductive technology. Biophys Rep. 2023 Dec 31;9(6):352-361. doi: 10.52601/bpr.2023.230035. PMID: 38524697; PMCID: PMC10960573.

Zhou F, Wang R, Yuan P, Ren Y, Mao Y, Li R, Lian Y, Li J, Wen L, Yan L, Qiao J, Tang F. Reconstituting the transcriptome and DNA methylome landscapes of human implantation. Nature. 2019 Aug;572(7771):660-664. doi: 10.1038/s41586-019-1500-0. Epub 2019 Aug 21. PMID: 31435013.

Zhu P, Guo H, Ren Y, Hou Y, Dong J, Li R, Lian Y, Fan X, Hu B, Gao Y, Wang X, Wei Y, Liu P, Yan J, Ren X, Yuan P, Yuan Y, Yan Z, Wen L, Yan L, Qiao J, Tang F. Single-cell DNA methylome sequencing of human preimplantation embryos. Nat Genet. 2018 Jan;50(1):12-19. doi: 10.1038/s41588-017-0007-6. Epub 2017 Dec 18. PMID: 29255258.